A. H. Kaksonen, Editorial for Special Issue, Microorganisms for Environmental and Industrial Applications. Microorganisms, vol.6, issue.3, p.62, 2018.

J. Cui and L. Zhang, Metallurgical Recovery of Metals from Electronic Waste: A Review, Journal of Hazardous Materials, vol.158, issue.2-3, pp.228-256, 2008.

D. Morin, La biolixiviation des minerais sulfurés. Géosciences, BRGM, vol.11, pp.82-89, 2010.

P. Saint-aubin, La dépendance aux métaux stratégiques : quelles solutions pour l'économie? Avis du Conseil Economique, Journal Officiel de la République Française, 2015.

, Etude de la biolixiviation de minerais sulfurés dans une colonne à gaz et liquides porteurs, 2000.

C. Loustaunau, Modélisation de la croissance et de la production de thiolutine par Saccharothrix algeriensis en fermenteur batch, 2015.

L. Site-du, , 2019.

. Diaporama, La Biolixiviation : des bactéries au service de la production des métaux, Patrick d'Hugues, BRGM, Colloque Bioprocédés et Bioproduction Environnement -Energie -Santé du 10 Juillet, 2013.

Y. Gumulya, N. J. Boxall, H. N. Khaleque, V. Santala, and R. P. Carlson, A. H. Kaksonen, 2018.

, In a quest for engineering acidophiles for biomining applications: challenges and opportunities, Genes, vol.9, issue.2, p.116

E. R. Donati, C. Castro, and M. S. Urbieta, Thermophilic Microorganisms in Biomining, World Journal of Microbiology and Biotechnology, vol.32, issue.11, p.179, 2016.

K. L. Temple and A. R. Colmer, The autotrophic oxidation of iron by a new bacterium: Thiobacillus ferrooxidans, Journal of Bacteriology, vol.62, issue.5, pp.605-611, 1951.

H. L. Ehrlich, , 2002.

A. Schippers, Microorganisms involved in bioleaching and nucleic acid-based molecular methods for their identification and quantification (Chap 1), 2007.

K. J. Edwards, P. L. Bond, T. M. Gihring, and J. F. Banfield, An archacal iron-oxidizing extreme acidophilic important in acid mine drainage, Science, vol.279, pp.1796-1799, 2000.

W. Sand, T. Gehrke, R. Hallmann, and A. Schippers, Sulfur chemistry, biofilm, and the (in) direct attack mechanism a critical evaluation of bacterial leaching, Applied Microbiology and Biotechnology, vol.42, issue.6, pp.961-966, 1995.

A. Schippers, T. Rohwerder, and W. Sand, Intermediary sulfur compounds in pyrite oxidation: implications for bioleaching and biodepyritization of coal, Applied Microbiology and Biotechnology, vol.52, issue.1, pp.104-110, 1999.

T. Rohwerder, T. Gehrke, K. Kinzler, and W. Sand, Bioleaching review part A: Progress in bioleaching: Fundamentals and mechanisms of bacterial metal sulfide oxidation, Applied Microbiology and Biotechnology, vol.63, issue.3, pp.239-248, 2003.

A. Schippers, P. G. Jozsa, and W. Sand, Sulfur chemistry in bacterial leaching of pyrite, Applied and Environmental Microbiology, vol.62, issue.9, pp.3424-3431, 1996.

W. Sand, T. Gehrke, P. G. Jozsa, and A. Schippers, Bio)chemistry of bacterial leaching: direct versus indirect bioleaching, Hydrometallurgy, vol.59, issue.2-3, pp.159-175, 2001.

P. Vandevivere and D. L. Kirchman, Attachment stimulates exopolysaccharide synthesis by a bacterium, Applied and Environmental Microbiology, vol.59, issue.10, pp.3280-3286, 1993.

T. Gehrke, J. Telegdi, D. Thierry, and W. Sand, Importance of extracellular polymeric substances from Thiobacillus ferrooxidans for bioleaching, Applied and Environmental Microbiology, vol.64, issue.7, p.2747, 1998.

R. C. Blake, I. I. , E. A. Shute, and G. T. Howard, Solubilization of minerals by bacteria: electrophoretic mobility of Thiobacillus ferooxidans in the presence of iron, pyrite and sulfur, Applied and environmental microbiology, vol.60, pp.3349-3357, 1994.

D. E. Rawlings, Heavy metal mining using microbes, Annual Review of Microbiology, vol.56, issue.2, pp.65-91, 2002.

S. Mangold, J. Valdes, D. S. Holmes, and M. Dopson, Sulfur metabolism in the extreme acidophile Acidithiobacillus caldus, vol.2, p.17, 2011.

N. Okibe, M. Gericke, K. B. Hallberg, and D. B. Johnson, Enumeration and characterization of acidophilic microorganisms isolated from a pilot plant stirred-tank bioleaching operation, Applied and Environmental Microbiology, vol.69, issue.4, pp.1936-1943, 2003.

Q. G. Zhou, F. Bo, Z. Hong-bo, L. Xi, G. Jian et al., Isolation of a strain of Acidithiobacillus caldus and its role in bioleaching of chalcopyrite, World Journal of Microbiology and Biotechnology, vol.23, issue.9, pp.1217-1225, 2007.

M. Dopson and E. B. Lindstrom, Potential role of Thiobacillus caldus in arsenopyrite bioleaching, Applied and Environmental Microbiology, vol.65, issue.1, pp.36-40, 1999.

D. B. Johnson and K. B. Hallberg, Carbon, iron and sulfur metabolism in acidophilic micro-organisms, Advances in Microbial Physiology, vol.54, pp.201-255, 2009.

L. Chen, Y. Ren, J. Lin, and X. Liu, Acidithiobacillus caldus sulfur oxidation model based on transcriptome analysis between the wild type and sulfur oxygenase reductase defective mutant, PloS ONE, vol.7, issue.9, p.39470, 2012.

D. A. Mossel and M. Ingram, The physiology of the microbial spoilage of foods, Journal of Applied Bacteriology, vol.18, issue.2, pp.232-268, 1955.

D. A. Mossel, T. M. Bonants-van-laarhoven, A. M. Ligtenberg-merkus, and M. E. Werdler, Quality assurance of selective culture media for bacteria, moulds and yeasts : an attempt at standardization at the international level, Journal of Applied Bacteriology, vol.54, issue.3, pp.313-327, 1983.

P. Nurmi, B. Özkaya, A. H. Kaksonen, O. H. Tuovinen, and J. A. Puhakka, Inhibition kinetics of iron oxidation by Leptospirillum ferriphilum in the presence of ferric, nickel and zinc ions, Hydrometallurgy, vol.97, pp.137-145, 2009.

E. Sanawar, I. Pinel, N. M. Farhat, S. S. Bucs, J. Zlopasa et al.,

M. Van-loosdrecht and J. S. Vrouwenvelder, Enhanced biofilm solubilization by urea in reverse osmosis membrane systems, Water Research X, vol.1, p.100004, 2008.

P. S. Pina, V. A. Oliveira, F. L. Cruz, and V. A. Leao, Kinetics of ferrous ion oxidation by Sulfobacillus thermosulfidooxidans, Biochemical Engineering Journal, vol.51, pp.194-197, 2010.

, Préparation d'une solution 1X : préparer 1L de solution BSS en diluant 20 mL de solution BSS 50X dans 980 mL d'eau distillée

. Le, consistant à inoculer à intervalle de temps régulier, dans un milieu de culture « neuf » contenants les éléments nutritifs et le substrat

, Premier repiquage Matériel nécessaire : -1 erlenmeyer de 50 mL autoclavé (avec coton et aluminium) -Milieu de culture (0Km, BSS ou 150a) -Soufre stérile -5 à 10 mL de culture active

, Préparer 18 mL de solution nutritive (BSS pour la souche BRGM, 0Km pour la souche de Barrie Johnson, 150a pour la souche DSMZ) et les ajouter à l'erlenmeyer de 50 mL autoclavé

, Incuber à 45°C (pour la souche DSMZ) ou 42°C (pour les deux souches BRGM) sur table d'agitation à 100 RPM. (diamètre orbital à définir

, La croissance est observable par le soufre qui coule au fond de l'erlenmeyer. Il est nécessaire de vérifier tous les jours que le milieu ne s'évapore pas trop par rapport au trait. Une fois la phase exponentielle atteinte, la culture doit être immédiatement repiquée puisque les souches pures d'A, La croissance devrait devenir évidente après 2-5j de cultures

, Deuxième repiquage Matériel nécessaire : -1 erlenmeyer de 150 mL autoclavé (avec coton et aluminium) -Milieu de culture 1X (0Km, BSS ou 150a) -Soufre stérile -La culture précédente

, Préparer 27 mL de solution nutritive (BSS pour la souche BRGM, 0Km pour la souche de Barrie Johnson, 150a pour la souche DSMZ) et les ajouter à l'erlenmeyer de 150 mL autoclavé. Ajouter à la solution 3 mL de culture active

, Incuber à 45°C (pour la souche DSMZ) ou 42°C (pour les deux souches BRGM) sur table d'agitation à 100 RPM. (diamètre orbital à définir

, La croissance est observable par le soufre qui coule au fond de l'erlenmeyer. Il est nécessaire de vérifier tous les jours que le milieu ne s'évapore pas trop par rapport au trait, La croissance devrait devenir évidente après 2-5j de cultures

, Troisième repiquage Matériel nécessaire : -1 erlenmeyer de 250 mL autoclavé (avec coton et aluminium) -Milieu de culture 1X (0Km, BSS ou 150a) -Soufre stérile -La culture précédente

, Préparer 45 mL de solution nutritive (BSS pour la souche BRGM, 0Km pour la souche de Barrie Johnson, 150a pour la souche DSMZ) et les ajouter à l'erlenmeyer de 250 mL autoclavé. Ajouter à la solution 5 mL de culture active

, Incuber à 45°C (pour la souche DSMZ) ou 42°C (pour les deux souches BRGM) sur table d'agitation à 100 RPM. (diamètre orbital à définir) Conserver une sauvegarde du contenu de nécessaire : -1 erlenmeyer de 500 mL autoclavé

, Préparer 90 mL de solution nutritive (BSS pour la souche BRGM, 0Km pour la souche de Barrie Johnson, 150a pour la souche DSMZ) et les ajouter à l'erlenmeyer de 500 mL autoclavé

, Incuber à 45°C (pour la souche DSMZ) ou 42°C (pour les deux souches BRGM) sur table d'agitation à 100 RPM. (diamètre orbital à définir) Conserver une sauvegarde du contenu de nécessaire : -1 erlenmeyer de 1L autoclavé

, Avant autoclavage

, Le réacteur utilisé est un réacteur APPLIKON de 2L disposant d'une agitation via deux hélices Rushton

, Le milieu de culture est un milieu minimum 0Km supplémenté de soufre élémentaire S 0 . Pour une inoculation à 10% v/v, on a : -1800 mL de 0Km. Soit, pour du 0Km 5X : 360 mL de 0Km et 1440 mL d'eau du robinet

, Le milieu 0Km est autoclavable mais le soufre élémentaire est sensible à la température. Ne pas dépasser 110°C. 1.2. Préparation des sondes

C. Dans-notre, on utilise deux sondes placées sur les deux gros trous à vis de la platine (cf. Figure 1.) : -pH = à calibrer à l'aide de la console : F2 Manual, Calibration, F2 pH, p.4

. Temperature and . Edit, , p.4

T. Continue, . Dans-l'étalon, and . Lire, Puis on recommence avec le 2 e étalon (pH 1,67). -Oxygène dissous = il faut remettre de l'électrolyte à l'intérieur. Elle sera calibrée in

, Branchés sur la platine se trouvent (Figure 2.) : -Un condenseur, avec entrée et sortie d'eau (entrée par le bas), et une sortie de gaz par le haut avec un filtre. Le filtre est à protéger au papier alu pour l'autoclavage. -Un système de régulation du froid